ارتباط سرولوژیکی میان سه استرین فیتوپلاسمایی از گروه 16SrII در ایران

نوع مقاله: مقاله کامل پژوهشی

نویسندگان

1 استادیار گروه گیاهپزشکی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه شهرکرد

2 استاد مرکز تحقیقات ویروس شناسی گیاهی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه شیراز

چکیده

فیتوپلاسماها شامل گروهی از بیمارگرهای مهم گیاهی از رده مولیکوتها هستند. در این مطالعه ارتباط سرولوژیکی سه فیتوپلاسما از گروه 16SrII شامل فیتوپلاسماهای جاروک لیموترش( زیر گروه 16srII-B)، جاروک یونجه (زیر گروه 16SrII-C) و فیلودی خیار (زیرگروه 16SrII-D) مورد بررسی قرار گرفت. در این ارتباط از آنتی سرم نوترکیب تولید شده بر علیه پروتئین غشاء فیتوپلاسمای جاروک لیموترش در الیزای غیر مستقیم استفاده شد . آنتی سرم مذکور قادر به شناسایی نمونه های پروانش آلوده به فیتوپلاسمای جاروک لیموترش و فیتوپلاسمای جاروک یونجه (با میانگین جذب نوری کمتر) بود لکن بین میانگین جذب نوری عصاره گیاه آلوده به فیتوپلاسمای فیلودی خیار و گیاه سالم تفاوت معنی داری مشاهده نشد. هنگامی که در آزمون الیزا از آنتی سرم فیتوپلاسمای جاروک یونجه استفاده شد، میانگین جذب عصاره گیاه مبتلا به فیتوپلاسمای خودی بیشتر از میانگین جذب عصاره آلوده به فیتوپلاسمای جاروک لیمو ترش بود. با توجه به این نتایج، دو فیتو پلاسمای جاروک لیموترش و جاروک یونجه با یکدیگر ارتباط سرولوژیکی داشتند هر چند مقادیر جذب نوری در آزمون الیزا بین این دو فیتوپلاسما از نظر آماری متفاوت بود. در این مطالعه نتایج بدست آمده در آزمون الیزا با نتایج آزمون لکه برداری وسترن مقایسه شد و ارتباط آن با تنوع ژنتیکی ژن Imp مورد بحث قرار گرفته است.با توجه به اهمیت تعیین ارتباط سرولوژیکی بین فیتوپلاسماها برای شناسایی گونه های جدید، احتمال می رود که فیتوپلاسماهای زیرگروه 16SrII-B (جاروک لیموترش) و فیتوپلاسماهای زیرگروه 16SrII-D متعلق به گونه های متفاوتی باشند. با این وجود برای اثبات این فرضیه به شواهد بیشتری نیاز است

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Serological relationship among three phytoplasma strains belonging to the group 16SrII in Iran

نویسندگان [English]

  • M. Siampour 1
  • Keramatollah Izadpanah 2
1 Assistant Professor, Plant Protection Dept., Shahrekord University,
2 Shiraz University
چکیده [English]

Phytoplasmas are among the most important plant pathogens belonging to the class Mollicutes.  In this study the serological relatedness of three 16SrII- related phytoplasmas including lime witches’ broom (LWB; 16SrII-B), alfalfa witches’ broom (AlfWB, 16SrII-C) and cucumber phyllody (CuPh; 16SrII-D) phytoplasmas was examined. A recombinant antibody raised against the Immunodominant membrane protein of the LWB phytoplasma was used in indirect ELISA. Results showed that the produced antiserum reacted with the LWB and AlfWB phytoplasma infected samples, although with lower absorption rate with the later. Under the same conditions, the mean OD obtained from periwinkle extracts infected with CuPh phytoplasma was not significantly different from that of healthy periwinkle. With the antiserum raised against AlfWB phytoplasma, however, the OD value obtained with AlfWB phytoplasma was higher than that obtained with LWB phytoplasma samples. These data suggest that LWB and AlfWB phytoplasmas but not CuPh phytoplasma are serologically related, although not identical. In this study we compared the results of ELISA test and western blot analysis. The serological variation was also compared with Imp and DnaD sequence variability. AS serological distinction is an important criterion for description of new phytoplasma species within a 16S rRNA group, results of this study argues that phytoplasmas of 16SrII-D (CuPh phytoplasma) and II-B (LWB phytoplasma) could be accommodated within two species. However, further evidences are needed to support this argument.
 

کلیدواژه‌ها [English]

  • Phytoplasma
  • serology
  • membrane protein
  • phyllody
  • witches’ broom
 
 
Barbara D.J., Morton A., Clark M.F. and Davis D.L. 2002. Immunodominant membrane proteins from two phytoplasmas in the aster yellows clade (chlorante aster yellows and clover phyllody) are highly divergent in the major hydrophilic region. Microbiology 148:157–167.
 
Berg M., Davis D.L., Clark M.F., Vetten H.J., Maier G., Marcone C. and Seemüller, E. 1999. Isolation of the gene encoding an immunodominant membrane protein of the apple proliferation phytoplasma, and expression and characterisation of the gene product. Microbiology 145:1937–1945.
 
Blomquist C.L., Barbara D.J., Davies D.L., Clark M.F. and Kirkpatrick B.C. 2001. Cloning and characterization of a major membrane protein of the X-disease phytoplasma. Microbiology 147:571–580.
 
Cai H., Wei W., Davis R. E., Chen H. and Zhao Y. 2008. Genetic diversity among phytoplasmas infecting Opuntia spp.: Virtual RFLP analysis identifies new subgroups in the peanut witches'-broom phytoplasma group. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology 58:1448–1457
Errampalli D. and Fletcher, J. 1993. Production of monospecific against Aster Yellows Mycoplasmalike Organism-Associated Antigen. Genetics: 83:279-1282
 
Esmailzadeh-Hosseini S.A., Khodakaramian G., Salehi M., Fani S.R., Bolok Yazdi H.R., Raoufi D., Jadidi O. and Bertaccini, A. 2015. Status of alfalfa witches’ broom phytoplasma disease in Iran. Phytopathenic Mollicutes 5:65-66
 
Galetto L., Bosco D., Balestrini R., Genre A., Fletcher J. and Marzachì C. 2011 The major antigenic membrane protein of “Candidatus Phytoplasma asteris” selectively interacts with ATP synthase and actin of leafhopper vectors. PLoS One 6:e22571, 2011
 
Hogenhout S.A., Oshima K., Ammar E-D., Kakizawa S., Kingdom H.N. and Namba S. 2008. Phytoplasmas: bacteria that manipulate plants and insects. Molecular Plant Pathology 9:403–423.
 
IRPCM, Phytoplasma/Spiroplasma Working Team-Phytoplasma Taxonomy Group. 2004. ‘Candidatus Phytoplasma’, a taxon for the wall-less, non-helical prokaryotes that colonize plant phloem and insects. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology 54:1243–1255.
Jomantiene R., Ivanauskas A., Valiunas D., Urbanavicienė L. and Sneideris D., 2016: Epidemics of group 16SrI-A  phytoplasmas in a garden of Vilnius region in Lithuania. Botanica Lithuanica 22:16–22.
Kakizawa S., Oshima K., Ishii Y., Hoshi A., Maejima K., Jung H. Y., Yamaji Y. and Namba S. 2009. Cloning of immunodominant membrane protein genes of phytoplasmas and their in planta expression. FEMS Microbiology Letters 293:92–101
 
Lin C.I., Zhou T., Li H.F., Fan Y.L., Piao C.G. and Tian, G.Z. 2009. Molecular characterisation of two plasmids from paulownia witches’-broom phytoplasma and detection of a plasmid-encoded protein in infected plants . European Journal of Plant Pathology 123:321-330.
 
Milne, R.G., Ramassso, E., Lenzi, R., Masenga, V., Sarindu, N. and Clark, M.F. 1995. Pre- and post-embedding immunogold labelling and electron microscopy in plant host tissues of three antigenically unrelated MLOs: primula yellows, tomato big bud and bermudagrass white leaf. European Journal of Plant Pathology 101:57–67
Niimi N.,  Gondaira T.,  Kutsuwada Y. and Tsuji, H. 1999. Detection by ELISA and DIBA Tests of Lily Symptomless Virus (LSV), Tulip Breaking Virus-Lily (TBV-L) and Cucumber Mosaic Virus (CMV) in Lilium spp. Grown in the Field. Journal of Japanese Society for Horticultural Science 1:176-183
 
 
Salehi M., Heydarnejad J. and Izadpanah K. 2005. Molecular characterization and grouping of 35 phytoplasmas from central and southern provinces of Iran. Iranian Journal of Plant Pathology 41:62-64.
 
Salehi M., Izadpanah K. and Ebrahimnesbat F. 1995. Etiology, transmission and host range of alfalfa witches’ broom in Iran. Iranian Journal of Plant Pathology 31:1-9.
 
Salehi M., Izadpanah K., Siampour M. and Esmailzadeh-Hosseini S. A. 2011. Polyclonal antibodies for the detection and identification of Fars alfalfa witches’ broom phytoplasma. Bulletin of Insectology 64:59-60
 
Salehi M., Izadpanah K., Taghizadeh M. 2002. Witches’ broom disease of lime in Iran: New distribution areas, experimental herbaceous hosts and transmission trials. Proceedings of 15th Conference of International Organization of Citrus Virologists (IOCV) pp. 293-296.
 
Salehi M., Siampour M., Esmailzadeh-Hosseini S.A., and Bertaccini A. 2015. Characterization and vector identification of phytoplasmas associated with cucumber and squash phyllody in Iran. Bulletin of Insectology 68:311-319
Sambrook J., Fritsch E. F. and Maniatis, T. 1989. Molecular Cloning: a Laboratory Manual, 2nd ed., Cold Spring Harbor, NY: Cold Spring Harbor Laboratory.
Siampour M., Izadpanah K., Salehi M. and Marzachi C. 2013. Molecular characterization, phylogenetic comparison and serological relationship of the Imp protein of several ‘Candidatus Phytoplasma aurantifolia’ strains. Microbiology 62:452-459
 
Suzuki S., Oshima K., Kakizawa S., Arashida R., Jung H.Y., Nishigawa H., Ugaki M. and Namba, S. 2006. Interaction between the membrane protein of a pathogen and insect microfilament complex determines insect-vector specificity. Proceeding of National Academy of Science 103:4252–4257
 
Suzuki S., Oshima K., Kakizawa S., Arashida R., Jung H.Y., Yamaji Y., Nishigawa H., Ugaki M. and Namba S. 2006. Interaction between the membrane protein of a pathogen and insect microfilament complex determines insect-vector specificity. Proceeding of National Academy of Science 103:4252–4257.
Yang Y, Jiang L., Che H., Cao X., Luo D. 2016. Identification of a novel subgroup 16SrII-U phytoplasma associated with papaya little leaf disease. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology 66:3485-3491
 
Yu Y.-L., Yeh K.W. and Lin C.P. 1998. An antigenic protein gene of a phytoplasma associated with sweet potato witches’ broom. Microbiology 144:1257–1262.
 
Zreik L., Carle P., Bové J. M., and Garnier M. 1995. Characterization of the mycoplasmalike organism associated with witches’-broom disease of lime and proposition of a Candidatus taxon for the organism, “Candidatus Phytoplasma aurantifolia”. International Journal of Systematic Bacteriology 45:449-453.